Syllabus del corso
Obiettivi
L'insegnamento si propone di fare acquisire agli student* le conoscenze teorico-pratiche per l’applicazione di metodologie sperimentali di biochimica e biochimica cellulare. In particolare, gli student* eseguiranno diverse tipologie di esperimenti che permetteranno loro di acquisire la capacità di lavorare in sterilità con diversi modelli cellulari di mammifero e di analizzare il loro comportamento in diverse condizioni sperimentali. L'esperienza sperimentale verrà corredata con nozioni di base di elaborazione e analisi dei risultati sperimentali ottenuti durante il corso pratico. Conoscenze e capacità di comprensione. Consolidare ed approfondire le conoscenze di base (teoriche, tecniche e metodologiche) già oggetto del corso frontale di biochimica. Capacità di applicare conoscenze e comprensione. Essere in grado di eseguire ed interpretare correttamente i protocolli sperimentali di biochimica e biochimica cellulare, riconoscerne gli aspetti salienti, raccogliere ed elaborare i dati sperimentali. Autonomia di giudizio. Essere in grado di elaborare in modo critico il disegno sperimentale e i risultati ottenuti. Essere in grado di riconoscere i contesti in cui è opportuno applicare i metodi sperimentali eseguiti. Abilità comunicative. Essere in grado di rielaborare i dati sperimentali ottenuti e descrivere i risultati conseguiti in un linguaggio scientifico appropriato. Capacità di apprendimento. Essere in grado di interpretare correttamente protocolli sperimentali di biochimica in contesti diversi da quelli affrontati durante le esperienze pratiche di laboratorio.
Contenuti sintetici
- Manipolazione e propagazione di cellule di mammifero in vitro;
- Tecniche asettiche per la protezione dell’operatore, delle colture cellulari e dell’ambiente;
- Curve di crescita cellulare e tempo di duplicazione in vitro;
- Utilizzo di una tecnica che permette l’introduzione di acidi nucleici all’interno di cellule di mammifero, mediante una metodica chimica, in un processo definito "trasfezione”;
- Quantizzazione proteica mediante saggio spettrofotometrici;
- Analisi di attivita enzimatica mediante saggi spettrofotometrici;
- Analisi di localizzazione proteica mediante microscopia a fluorescenza;
- Analisi dell'espressione proteica mediante tecnica western blot;
- Analisi espressione proteica mediante tecnica fluorimetrica;
- Analisi della vitalità cellulare mediante saggio spettrofotometrico;
- Analisi critica dei risultati ottenuti mediante l'utilizzo delle sopraindicate tecniche.
Programma esteso
- Manipolazione e propagazione di cellule murine e umane in vitro in particolare NIH3T3 immortalizzate e trasformate con l'oncogene K-Ras, HEK293 e MDA-MB-231
- Tecniche asettiche per la protezione dell’operatore, delle colture cellulari e dell’ambiente, in particolare allo studente sarà spiegato l'uso di una cappa biologica sterile, l'utilizzo di materiale sterile e i comportamenti necessari per preservare tale sterilità;
- Curve di crescita cellulare e tempo di raddoppiamento in vitro in particolare NIH3T3 immortalizzate e trasformate con l'oncogene K-Ras saranno analizzate in diverse condizioni di crescita;
- Utilizzo di una tecnica che permette l’introduzione di acidi nucleici all’interno di cellule di mammifero, mediante una metodica chimica, in un processo definito "trasfezione”, in particolare sarà utilizzata la tecnica del Calcio-Fosfato;
- Quantizzazione proteica mediante saggio spettrofotometrico, in particolare lo studente valuterà la concentrazione proteica di un estratto cellulare mediante metodo Bradford;
- Analisi di attività enzimatica mediante saggio spettrofotometrico, in particolare lo studente analizzerà l'attivita enzimatica della proteina beta-galattosidasi;
- Analisi di espressione proteica mediante microscopia a fluorescenza, in particolare lo studente analizzerà l'espressione della proteina Green Fluorescent Protein in seguito alla sua espressione mediante un plasmide in cellule di mammifero;
- Analisi di espressione proteica mediante tecnica western blot, in particolare lo studente eseguirà la completa procedura utilizzata per analizzare l'espressione della proteina Green Fluorescent Protein in seguito alla sua espressione mediante un plasmide in cellule di mammifero;
- Analisi della vitalità cellulare mediante saggio spettrofotometrico denominato MTT
- Analisi critica dei risultati ottenuti mediante l'utilizzo delle sopraindicate tecniche.
Prerequisiti
Prerequisiti: Frequenza del corso di Biochimica.
Propedeuticità specifiche: nessuna
Propedeuticità generali: lo studente potrà sostenere l'esame solo previo superamento degli esami di Istituzioni di Biologia, Chimica generale ed inorganica e Matematica, Lingua Straniera.
Modalità didattica
Ciascun modulo didattico viene erogato a gruppi di 35-40 studenti, attraverso lezioni pratiche in modalità interattiva che si svolgono presso un laboratorio didattico dedicato. L’esecuzione di esperimenti è preceduta da brevi lezioni introduttive di ciascun argomento. La discussione dei risultati sperimentali, generalmente alla fine di ciascun esperimento, avrà luogo nello stesso laboratorio didattico. Per maggiori dettagli si rimanda al calendario delle lezioni di LTA (v. sito del CdL in Biotecnologie). La frequenza del laboratorio è obbligatoria.
Lingua dell'insegnamento: italiano
Materiale didattico
Il materiale didattico (dispense, slide, dati sperimentali) è disponibile sulla pagina e-learning dell'unità didattica di LTA-Biochimica.
Periodo di erogazione dell'insegnamento
Secondo semestre
Modalità di verifica del profitto e valutazione
Test a Risposte Chiuse e Domande Aperte
L'esame viene svolto in modalità telematica in presenza. Infatti gli student* accederanno all'esame attraverso la piattaforma Piattaforma Esami Informatizzati (Moodle) di Ateneo. L'esame ha una durata di 1h and 30 minuti. La prova consiste di un Test a risposte Chiuse (20 domande a risposta multipla), e 2 domande aperte che prevedono una risposta articolata e dettagliata (breve saggio). Sia le domande a risposta multipla che quelle aperte intendono verifcare la preparazione dello student* sia per la parte teorica che pratica erogati entrambi durante il corso. Comunque entrambi le nozioni trovano riscontro nel materiale già in possesso dello student*. Queste informazioni verranno ripetute e approfondite durante le discussioni in laboratorio didattico.
Orario di ricevimento
Ricevimento: su appuntamento, previa richiesta per mail ai docenti.
Sustainable Development Goals
Aims
The course aims to provide students with the theoretical and practical knowledge to apply experimental methodologies of biochemistry and cellular biochemistry. In particular the students hey will perform different types of experiments that will allow them to acquire the ability to work in sterility with different mammalian cell models and to analyze their behavior in different experimental conditions. The experimental experience will be accompanied by basic notions of elaboration and analysis of the experimental results obtained during the practical course. Knowledge and understanding. To consolidate and deepen basic knowledge of theoretical, technical and methodological issues already presented by the course of biochemistry. Applying knowledge and understanding. To be able to correctly interpret the experimental protocols of biochemistry and cellular biochemistry, recognize their salient aspects, collect and process experimental data. Making judgments. To develop a critical vision of the experimental design and of the results achieved. To be able to recognize the context for appropriate application of the experimental procedures methods learned during the course. Learning skills. To be able to correctly interpret experimental protocols in contexts different from those used during the practical laboratory experience. Communication skills. To be able to elaborate experimental data and describe the results in an appropriate language and with the correct technical terms.
Contents
- Manipulation and propagation of mammalian cells in vitro;
- Aseptic techniques for the protection of the operator, the cell culture and the environment;
- Cell growth curves and in vitro doubling time;
- Use of a technique that allows the introduction of nucleic acids into mammalian cells, using a chemical method, in a process called "transfection";
- Protein quantization by spectrophotometric assay;
- Analysis of enzymatic activity by spectrophotometric assay;
- Protein localization analysis by fluorescence microscopy;
- Protein expression analysis by western blot;
- Protein expression by fluorometric analysis;
- Analysis of cell viability by spectrophotometric assay;
- Analysis and critical discussion of the results obtained from the use of the above techniques.
Detailed program
- In vitro manipulation and propagation of mouse and human cells, in particular will be used NIH3T3 cells either immortalized or transformed with the K.Ras oncogene;
- Aseptic techniques for the protection of the operator, the product (cells) and the environment, in particular the student will be introduced to the use of a sterile biological hood, the use of sterile material and the necessary behaviors to preserve such sterility;
- Cell growth curves and in vitro doubling time, in particular will be used NIH3T3 cells either immortalized or transformed with the K.Ras oncogene grown in different growth conditions;
- Use of a technique that allows the introduction of nucleic acids into mammalian cells, using a chemical method, in a process called "transfection", in particular the technique of Calcium-Phosphate will be used;
- Protein quantization by spectrophotometric assay, in particular the student will evaluate the protein concentration of a cell extract using the Bradford method;
- Enzymatic activity analysis using a spectrophotometric assay, in particular the student will analyze the enzymatic activity of the beta-galactosidase protein;
- Analysis of protein expression by fluorescence microscopy, in particular the student will analyze the expression of the Green Fluorescent Protein following its expression by transfection in mammalian cells;
- Protein expression analysis by western blot technique, in particular the student will perform the complete procedure used to analyze the expression of the Green Fluorescent Protein following its expression by transfection in mammalian cells;
- Cell vitality analysis by MTT assay
- Critical analysis of the results obtained through the use of the aforementioned techniques.
Prerequisites
Background: participation in the Biochemistry course.
Specific prerequisites: none
General prerequisites: Students can take the exams of the second year after passing the examinations of Introductory Biology, General and inorganic Chemistry, Mathematics, and Foreign Language.
Teaching form
Each learning unit is addressed to a group of 35-40 students, through practical lessons by interactive teaching which are carried out in a dedicated teaching laboratory. At the beginning of each lesson, theory, aims and experimental design will be exposed. At the end of each experimental part , an overall discussion of collected results will take place in the same laboratory. For further details, please, refer to lesson calendar on the website of Biotechnology course. Attendance at the laboratory is mandatory.
Teaching language: italian.
Textbook and teaching resource
Learning material (slides of introductory lessons, handout, experimental data) is available at the e-learning platform of LTA-Biochemistry module.
Semester
Second semester
Assessment method
Test with closed answers and open questions. The exam is carried out online in presence. In fact, students will access the exam through the University's Computerized Exam Platform (Moodle). The exam lasts 1 hour and 30 minutes. The test consists of a closed-ended test (20 multiple choice questions) and 2 open questions that require an articulated and detailed answer (short essay). The multiple choice and open questions are intended to verify the student's preparation for both the theoretical and practical parts both provided during the course. However, both notions are well described in the material already in the student's possession. This information will be repeated and explored in depth during discussions in the teaching laboratory.
Office hours
Contact: on demand, upon request by mail to course’s professor.
