Course Syllabus
Obiettivi
L'insegnamento si propone di fare acquisire agli student* le conoscenze teorico-pratiche per l’applicazione di metodologie sperimentali di biochimica e biochimica cellulare. In particolare, gli student* eseguiranno diverse tipologie di esperimenti sia nell’ambito della biochimica cellulare, con esperimenti che permetteranno loro di acquisire la capacità di lavorare in sterilità con diversi modelli cellulari di mammifero e di analizzare il loro comportamento in diverse condizioni sperimentali, sia nell’ambito della biochimica enzimatica mediante determinazione di costanti cinetiche su un enzima purificato. Le esperienze sperimentali verranno corredate con nozioni di base di elaborazione e analisi dei risultati sperimentali ottenuti durante il corso pratico.
Conoscenze e capacità di comprensione. Consolidare e approfondire le conoscenze di base (teoriche, tecniche e metodologiche) già oggetto del corso frontale di biochimica.
Capacità di applicare conoscenze e comprensione. Essere in grado di eseguire ed interpretare correttamente i protocolli sperimentali di biochimica e biochimica cellulare, riconoscerne gli aspetti salienti, raccogliere ed elaborare i dati sperimentali.
Autonomia di giudizio. Essere in grado di elaborare in modo critico il disegno sperimentale e i risultati ottenuti. Essere in grado di riconoscere i contesti in cui è opportuno applicare i metodi sperimentali eseguiti.
Abilità comunicative. Essere in grado di rielaborare i dati sperimentali ottenuti e descrivere i risultati conseguiti in un linguaggio scientifico appropriato.
Capacità di apprendimento. Essere in grado di interpretare correttamente protocolli sperimentali di biochimica in contesti diversi da quelli affrontati durante le esperienze pratiche di laboratorio.
Contenuti sintetici
- Manipolazione e propagazione di cellule di mammifero in vitro;
- Tecniche asettiche per la protezione dell’operatore, delle colture cellulari e dell’ambiente;
- Curve di crescita cellulare e tempo di duplicazione in vitro;
- Quantizzazione proteica mediante saggio spettrofotometrici;
- Dosaggi di attività enzimatica mediante saggi spettrofotometrici;
- Determinazione di costanti cinetiche mediante saggi spettrofotometrici;
- Analisi di localizzazione proteica mediante microscopia a fluorescenza;
- Analisi dell'espressione proteica mediante tecnica western blot;
- Analisi espressione proteica mediante tecnica fluorimetrica;
- Analisi della vitalità cellulare mediante saggio spettrofotometrico;
- Analisi critica dei risultati ottenuti mediante l'utilizzo delle sopraindicate tecniche.
Programma esteso
- Manipolazione e propagazione di cellule murine e umane;
- Tecniche asettiche per la protezione dell’operatore, delle colture cellulari e dell’ambiente, in particolare allo studente sarà spiegato l'uso di una cappa biologica sterile, l'utilizzo di materiale sterile e i comportamenti necessari per preservare tale sterilità;
- Curve di crescita cellulare e tempo di raddoppiamento in vitro di cellule di mammifero analizzate in diverse condizioni di crescita;
- Quantizzazione proteica mediante saggio spettrofotometrico, in particolare lo studente valuterà la concentrazione proteica di un estratto cellulare mediante metodo Bradford;
- Analisi di attività enzimatica mediante saggio spettrofotometrico, in particolare lo studente doserà l'attività enzimatica di un enzima e ne misurerà i parametri cinetici;
- Analisi di espressione proteica mediante microscopia a fluorescenza, in particolare lo studente analizzerà l'espressione della proteina Green Fluorescent Protein in un modello cellulare di mammifero;
- Analisi di espressione proteica mediante tecnica western blot, in particolare lo studente eseguirà la completa procedura utilizzata per analizzare l'espressione della proteina Green Fluorescent Protein da cellule di mammifero;
- Analisi della vitalità cellulare mediante saggio spettrofotometrico denominato MTT
- Analisi critica dei risultati ottenuti mediante l'utilizzo delle sopraindicate tecniche.
Prerequisiti
Prerequisiti: Frequenza del corso di Biochimica.
Propedeuticità specifiche: nessuna
Propedeuticità generali: lo studente potrà sostenere l'esame solo previo superamento degli esami di Istituzioni di Biologia, Chimica generale ed inorganica e Matematica, Lingua Straniera.
Modalità didattica
Ciascun modulo didattico viene erogato a gruppi di 35-40 studenti, attraverso lezioni pratiche in modalità interattiva (DI) che si svolgono presso un laboratorio didattico dedicato. L’esecuzione di esperimenti è preceduta da brevi lezioni introduttive di ciascun argomento. La discussione dei risultati sperimentali, generalmente alla fine di ciascun esperimento, avrà luogo nello stesso laboratorio didattico. Per maggiori dettagli si rimanda al calendario delle lezioni di LTA (v. sito del CdL in Biotecnologie). Ciascun modulo didattico viene erogato a gruppi di 35-40 studenti, attraverso lezioni pratiche in modalità interattiva che si svolgono presso un laboratorio didattico dedicato. L’esecuzione di esperimenti è preceduta da brevi lezioni introduttive di ciascun argomento. La discussione dei risultati sperimentali, generalmente alla fine di ciascun esperimento, avrà luogo nello stesso laboratorio didattico. Per maggiori dettagli si rimanda al calendario delle lezioni di LTA (v. sito del CdL in Biotecnologie). La frequenza del laboratorio è obbligatoria.
Lingua dell'insegnamento: italiano
Materiale didattico
Materiale didattico
Il materiale didattico (dispense, slide, dati sperimentali) è disponibile sulla pagina e-learning dell'unità didattica di LTA-Biochimica.
Periodo di erogazione dell'insegnamento
Secondo semestre
Modalità di verifica del profitto e valutazione
Test a Risposte Chiuse e Domande Aperte
L'esame viene svolto in modalità telematica in presenza. Infatti gli student* accederanno all'esame attraverso la piattaforma E-learning di Ateneo. L'esame ha una durata di 1h and 30 minuti. La prova consiste di un Test a risposte Chiuse (20 domande a risposta multipla), e 2 domande aperte che prevedono una risposta articolata e dettagliata (breve saggio). Sia le domande a risposta multipla che quelle aperte intendono verifcare la preparazione dello student* sia per la parte teorica che pratica erogati entrambi durante il corso. Comunque entrambi le nozioni trovano riscontro nel materiale già in possesso dello student*. Queste informazioni verranno ripetute e approfondite durante le discussioni in laboratorio didattico.
Orario di ricevimento
Ricevimento: su appuntamento, previa richiesta per mail ai docenti.
Sustainable Development Goals
Aims
The course aims to provide students with both theoretical and practical knowledge for the application of experimental methodologies in biochemistry and cellular biochemistry. In particular, students will carry out various types of experiments in the field of cellular biochemistry, gaining the ability to work under sterile conditions with different mammalian cell models and to analyse their behaviour under different experimental conditions as well as in enzymatic biochemistry, through the determination of kinetic constants on purified enzyme. The experimental activities will be accompanied by foundational concepts in the processing and analysis of the experimental data collected during the practical course.
Knowledge and understanding. To consolidate and deepen basic knowledge of theoretical, technical and methodological issues already presented by the course of biochemistry.
Applying knowledge and understanding. To be able to correctly interpret the experimental protocols of biochemistry and cellular biochemistry, recognize their salient aspects, collect and process experimental data.
Making judgments. To develop a critical vision of the experimental design and of the results achieved. To be able to recognize the context for appropriate application of the experimental procedures methods learned during the course.
Communication skills. To be able to elaborate experimental data and describe the results in an appropriate language and with the correct technical terms.
Learning skills. To be able to correctly interpret experimental protocols in contexts different from those used during the practical laboratory experience.
Contents
- Manipulation and propagation of mammalian cells in vitro;
- Aseptic techniques for the protection of the operator, the cell culture and the environment;
- Cell growth curves and in vitro doubling time;
- Protein quantization by spectrophotometric assay;
- Analysis of enzymatic activity by spectrophotometric assay;
- Determination of kinetic constants using spectrophotometric assays;
- Protein localization analysis by fluorescence microscopy;
- Protein expression analysis by western blot;
- Protein expression by fluorometric analysis;
- Analysis of cell viability by spectrophotometric assay.
- Analysis and critical discussion of the results obtained from the use of the above techniques.
Detailed program
- Manipulation and propagation of murine and human cells;
- Aseptic techniques to protect the operator, cell cultures, and the environment. In particular students will be instructed in the use of a sterile biological safety cabinet, sterile materials, and the behaviours necessary to maintain sterility;
- Analysis of mammalian cell growth curves and in vitro doubling time under different growth conditions;
- Protein quantification using a spectrophotometric assay. Specifically, students will assess the protein concentration of a cell extract using the Bradford method;
- Enzymatic activity analysis using a spectrophotometric assay. Students will measure the enzymatic activity of an enzyme and determine its kinetic parameters;
- Protein expression analysis using fluorescence microscopy. Students will analyse the expression of Green Fluorescent Protein (GFP) in a mammalian cell model;
- Protein expression analysis using Western blot. Students will carry out the full procedure to analyse GFP expression in a mammalian cell line;
- Cell viability analysis using the MTT spectrophotometric assay;
- Critical analysis of the results obtained using the above-mentioned techniques.
Prerequisites
Background: participation in the Biochemistry course.
Specific prerequisites: none
General prerequisites: Students can take the exams of the second year after passing the examinations of Introductory Biology, General and inorganic Chemistry, Mathematics, and Foreign Language.
Teaching form
Each learning unit is addressed to a group of 35-40 students, through practical lessons by interactive teaching (IT) which are carried out in a dedicated teaching laboratory. At the beginning of each lesson, theory, aims and experimental design will be exposed. At the end of each experimental part , an overall discussion of collected results will take place in the same laboratory. For further details, please, refer to lesson calendar on the website of Biotechnology course. Attendance at the laboratory is mandatory.
Teaching language: italian.
Textbook and teaching resource
Learning material (slides of introductory lessons, handout, experimental data) is available at the e-learning platform of LTA-Biochemistry module.
Semester
Second semester
Assessment method
Test with closed answers and open questions. The exam is carried out online in presence. In fact, students will access the exam through the University's Computerized Exam Platform (Moodle). The exam lasts 1 hour and 30 minutes. The test consists of a closed-ended test (20 multiple choice questions) and 2 open questions that require an articulated and detailed answer (short essay). The multiple choice and open questions are intended to verify the student's preparation for both the theoretical and practical parts both provided during the course. However, both notions are well described in the material already in the student's possession. This information will be repeated and explored in depth during discussions in the teaching laboratory.
Office hours
Contact: on demand, upon request by mail to course’s professors.
