Syllabus del corso

Esporta

Lo Human Genome Project e i successivi sviluppi tecnologici, in particolare le tecnologie di sequenziamento massivo in parallelo del DNA e le tecniche di studio della organizzazione tridimensionale della cromatina hanno modificato lo scenario dei rapporti tra genetica e medicina. L’era della genetica medica, focalizzata sulle anomalie cromosomiche e le malattie monogeniche sta lasciando il passo all’era della genomica clinica e di salute pubblica, e le analisi su scala genomica della variabilità genetica stanno cominciando a collegare in modo comprensibile il genoma al fenoma. I ricercatori hanno quindi spostato l'attenzione verso la comprensione delle funzioni geniche e dei meccanismi regolatori che controllano l'espressione genica. Questo include lo studio delle interazioni gene-gene e gene-ambiente per comprendere meglio i tratti complessi e le malattie.

Obiettivi formativi specifici

  1. Conoscenza e capacità di comprensione
    Lo studente acquisirà una conoscenza approfondita delle tecnologie e degli approcci sperimentali propri della genomica funzionale, con particolare attenzione alle tecniche di sequenziamento ad alta processività, all'analisi dell’organizzazione tridimensionale della cromatina e ai meccanismi di regolazione dell’espressione genica. Verranno inoltre acquisite competenze sul ruolo della variabilità genetica e delle interazioni gene-gene e gene-ambiente nella determinazione di fenotipi complessi.

  2. Conoscenza e capacità di comprensione applicate
    Al termine del corso lo studente sarà in grado di progettare e interpretare studi sperimentali nell’ambito della genomica funzionale, selezionando in modo critico le metodologie più appropriate. Saprà applicare queste conoscenze alla ricerca biomedica avanzata e a contesti clinici di genomica traslazionale.

  3. Autonomia di giudizio
    Lo studente svilupperà capacità critiche nell'analisi dei dati genomici e sarà in grado di valutare in autonomia la qualità e l'affidabilità dei risultati scientifici, formulando ipotesi coerenti e individuando le implicazioni etiche, cliniche e scientifiche delle proprie analisi.

  4. Abilità comunicative
    Lo studente acquisirà la capacità di comunicare in modo chiaro, efficace e professionale i contenuti e i risultati di analisi genomiche complesse, sia in ambito accademico che in contesti multidisciplinari, utilizzando la terminologia scientifica appropriata e i principali strumenti di comunicazione scientifica.

  5. Capacità di apprendimento
    Lo studente svilupperà un’elevata autonomia nello studio e nell’aggiornamento continuo, acquisendo la capacità di accedere criticamente alla letteratura scientifica e di approfondire in modo indipendente le innovazioni metodologiche e tecnologiche nel campo della genomica funzionale.

Il corso di Genomica Funzionale offre un percorso formativo avanzato volto a decodificare la complessità strutturale, funzionale ed epigenetica del genoma umano. Nella prima parte, gli studenti approfondiranno l'evoluzione concettuale del gene, l'architettura del DNA non codificante e i meccanismi di duplicazione genica, integrando i più recenti sviluppi dei consorzi internazionali. Successivamente, il programma esamina i codici epigenetici molecolari, tra cui la metilazione del DNA, le modificazioni istoniche e l'organizzazione tridimensionale della cromatina, associandoli a fenomeni complessi come l'imprinting e l'inattivazione del cromosoma X. Particolare rilievo è dato alle piattaforme tecnologiche di ultima generazione, affrontando nel dettaglio il sequenziamento NGS su DNA e RNA, la genomica a singola cellula, lo studio della metilazione del DNA e le tecniche di cattura conformazionale 3D. Infine, il corso fornisce le competenze metodologiche fondamentali per la validazione funzionale in vitro e in vivo, analizzando vettori plasmidici e virali, strategie di gene editing programmabile (CRISPR/Cas9), saggi di interazione molecolare e lo sviluppo di modelli animali transgenici o di silenziamento genico applicati alla ricerca biomedica e alla terapia genica.

PARTE I: Evoluzione Concettuale e Organizzazione Globale del Genoma (Lezioni 1-5)
• Lezione 1: Dalla Genetica alla Genomica
L'evoluzione concettuale del termine "gene" dal periodo classico e mendeliano fino all'era moderna; polimorfismi; mappe genetiche e fisiche; studi di linkage e GWAS
• Lezione 2: Sequenziamento Sanger e Identificazione dei Geni
Il sequenziamento del DNA a terminazione di catena; strategie storiche di clonaggio posizionale per l'identificazione di geni-malattia; genetica diretta e inversa.
• Lezione 3: Il Progetto Genoma Umano e i Geni Codificanti Proteine
Tappe e metodologie di mappatura fisica e contig clonali del Progetto Genoma Umano (HGP); analisi quantitativa e distribuzione dei geni codificanti proteine.
• Lezione 4: Duplicazione Genica, Famiglie Geniche e Geni ad RNA
Meccanismi molecolari di duplicazione genica (neofunzionalizzazione, pseudogeni); classificazione delle famiglie geniche ed evoluzione della complessità; introduzione ai geni per RNA non codificanti (rRNA, lncRNA, miRNA, piRNA).
• Lezione 5: Distribuzione dei Geni, DNA Non Codificante (ncDNA) e sviluppi del Progetto Genoma Umano
Eterogeneità della densità genica, deserti genici e modello delle isocore; analisi del ncDNA; innovazioni dei consorzi Telomere-to-Telomere (T2T) e Human Pangenome Project.

PARTE II: Epigenetica Molecolare, Omiche e Topologia 3D (Lezioni 6-11)
• Lezione 6: Struttura Base della Cromatina e Modificazioni Istoniche
Livelli gerarchici di compattamento del DNA e biologia del nucleosoma (ottamero istonico, varianti e istone linker H1); dinamismo cromatinico, modificazioni istoniche e relativo codice, enzimi readers e writers.
• Lezione 7: Metilazione del DNA: Ruolo Biologico e Meccanismi Epigenetici
Metilazione del DNA e suo significato funzionale; Enzimi DNMT; ruolo della metilazione nella repressione genica e nello sviluppo; eucromatina e eterocromatina costitutiva e facoltativa
• Lezione 7-8: Tecniche Next-Generation Sequencing (NGS) e sue Applicazioni in Genomica Funzionale
Piattaforme NGS di seconda e terza generazione. Sequenziamento dell’RNA e trascrittomica. Applicazioni dell’NGS su DNA e RNA. CHIP-Seq, CUT&Run, Metagenomica.
• Lezione 9: Organizzazione 3D del Genoma e Tecniche per lo studio della Conformazione della Cromatina
Architettura tridimensionale interfasica: territori cromosomici, compartimenti A/B, domini topologicamente associati (TADs) e loop promotore-enhancer. Tecniche di cattura della conformazione (Hi-C, Micro-C, MCC) e metodi indipendenti da ligazione
• Lezione 10: Imprinting Genetico e Inattivazione del Cromosoma X
Espressione monoallelica genitore-specifica ed evidenze da trapianto pronucleare; disomie uniparentali (UPD) e sindromi genetiche umane (Prader-Willi, Angelman, Silver-Russell, Beckwith-Wiedemann); Significato biologico, fasi e meccanismi molecolari dell'inattivazione del cromosoma X.
• Lezione 11: Genomica a Singola Cellula (Single-Cell Genomics)
Principi, tecniche e implicazioni delle analisi genomiche a singola cellula; sequenziamento dell'RNA a singola cellula (Single-cell RNA-Seq) per lo studio dell'eterogeneità trascrizionale; cenni alla trascrittomica spaziale e alle analisi multi-omiche.

PARTE III: Sistemi in Vitro, Ingegneria di Trasduzione e Gene Editing (Lezioni 12-14)
• Lezione 12: Colture Cellulari e Biologia delle Cellule Staminali
Manipolazione e mantenimento in vitro di colture cellulari; biologia, auto-rinnovamento e differenziamento di cellule staminali pluripotenti (ESC, iPSC) e multipotenti come modelli biologici.
• Lezione 13: Tecnologie di Ingegneria Genomica e Vettori Plasmidici
Principi del clonaggio molecolare e i principali vettori plasmidici utilizzati per manipolare l’espressione genica. Metodi di clonaggio del DNA, i diversi tipi di plasmidi (clonaggio, espressione, reporter e knock-down), i promotori, le strategie di trasfezione e i sistemi per ottenere espressione costitutiva o inducibile dei geni nelle cellule eucariotiche. Utilizzo di nucleasi a dita di zinco (ZFN), TALEN e la piattaforma CRISPR/Cas9; sfruttamento delle vie di riparazione del DNA (NHEJ e HDR).
• Lezione 14: Vettori Virali per il Trasferimento Genico
Biologia molecolare e ingegnerizzazione di vettori retrovirali e lentivirali; architettura dei vettori auto-inattivanti (SIN) tramite delezione 3'-LTR; confronto strutturale tra piattaforme di II e III generazione e metodiche di titolazione.

PARTE IV: Saggi Funzionali, Interattomica e Modelli Animali In Vivo (Lezioni 15-18)
• Lezione 15: Studio Funzionale dei Promotori e della Trascrizione
Caratterizzazione biochimica e funzionale delle regioni regolatorie: design di vettori reporter (luciferasi, GFP) e mutagenesi sito-diretta dei motivi di legame trascrizionali.
• Lezione 16: Caratterizzazione delle Interazioni Proteina-Proteina
Metodologie per mappare l'interactoma proteico: saggio del doppio ibrido in lievito (Y2H), co-immunoprecipitazione (Co-IP), saggi biofotonici ad alta risoluzione (FRET/BRET); CHIP.
• Lezione 17: Strategie di Gene Targeting In Vivo
Principi biologici della ricombinazione omologa in cellule staminali embrionali (ES) e design di vettori di targeting; generazione di knockout e knockout condizionali mediante sistemi Cre-Lox. Costruzione e selezione di cellule e animali geneticamente modificati. Tecnologie di genome editing in vivo: trasposoni, Zinc Finger Nucleases (ZFNs) e CRISPR/Cas9. Applicazioni del genome editing nella ricerca biologica e nella terapia genica.
• Lezione 18: Strategie di Gene silencing In Vivo
Principi del silenziamento genico mediante antisense oligonucleotidi (ASO); RNA interference (RNAi), siRNA e shRNA. Strategie di delivery e vettori per il silenziamento genico. Biogenesi e funzione dei microRNA (miRNA). Applicazioni dei piccoli RNA nello studio della funzione genica e nello sviluppo di nuove terapie.

**• 5 tra lezioni interattive ed esercitazioni saranno dedicate alla presentazione e discussione critica di articoli scientifici **

Per affrontare con successo i contenuti specialistici di questo corso di Genomica Funzionale, è essenziale che lo studente abbia già acquisito solide competenze di base nei seguenti ambiti:

Biologia Molecolare: Struttura degli acidi nucleici (DNA e RNA), meccanismi di replicazione, trascrizione, maturazione dell'RNA e traduzione sia nei procarioti che negli eucarioti; regolazione classica dell'espressione genica.

Genetica Generale: Leggi dell'ereditarietà mendeliana, struttura e anomalie dei cromosomi, concetti di mutazione, ricombinazione, linkage genetico e mappatura.

Biochimica e Biologia della Cellula: Struttura e funzione delle proteine, compartimentazione cellulare, ciclo cellulare, vie di segnalazione intracellulare e tecniche di base per la manipolazione di colture cellulari in vitro.

Tecniche di Base del DNA Recombinante: Principi fondamentali del clonaggio molecolare, enzimi di restrizione, elettroforesi su gel e reazione a catena della polimerasi (PCR).

Lo Human Genome Project e i successivi sviluppi tecnologici sono da ritenersi strumento indispensabile per la comprensione delle strategie di studio.

  • 12 lezioni da 2 ore svolte in modalità erogativa in presenza;
  • 2 lezioni da 2 ore svolte in modalità interattiva in presenza;
  • 6 lezioni da 2 ore svolte in modalità erogativa da remoto;
  • 6 esercitazioni da 2 ore svolte in modalità interattiva in presenza.

L'insegnamento sarà erogato in lingua italiana. Il materiale didattico fornito sarà in lingua inglese.

  • Diapositive delle lezioni

  • Reviews e articoli pubblicati su riviste internazionali indicati durante il corso.

Libri di testo consigliati:

  • "Genetica & Genomica nelle scienze mediche"; Tom Strachan, Anneke Lucassen. Seconda Edizione Italiana - Zanichelli
  • "Genetica Molecolare Umana"; Tom Strachan, Andrew Read. Seconda edizione italiana condotta sulle 5 edizione inglese - Zanichelli
  • "Functional Genomics: Methods and Protocols" (Methods in Molecular Biology); Michael Kaufmann, Christine A. Wells, Athanasios Alexiou.

I Semestre

La verifica del profitto avverrà nelle previste sessioni d'esame, mediante un esame scritto composto da TEST A RISPOSTE CHIUSE (quiz a scelta multipla), riguardanti l'intero programma, per la valutazione della preparazione generale dello studente, e una DOMANDA APERTA a scelta dello studente tra tre diversi quesiti proposti, per valutare le capacità di comprensione e approfondimento.

Durante lo svolgimento del corso sarà inoltre proposto agli studenti di preparare una presentazione orale facoltativa basata su un articolo scientifico originale su un argomento pertinente al programma, per valutare le capacità di presentazione e sintesi. Questa presentazione fungerà da base per una discussione interattiva in aula sui temi scientifici presentati.

La valutazione finale sarà ottenuta dalla media ottenuta dai punteggi ottenuti nei quiz a scelta multipla e nella domanda aperta. L'esame si considererà superato solo se si raggiungerà un punteggio sufficiente sia nei quiz a scelta multipla, sia nella domanda aperta. La presentazione orale facoltativa potrà contribuire al voto finale fino ad aggiungere un massimo di 3 punti.
Su richiesta del docente e/o dello studente, potrà inoltre essere effettuata una breve prova orale, che consisterà di un colloquio sugli argomenti svolti a lezione e/o un colloquio di discussione sullo scritto.

su appuntamento, previa e-mail al docente (emanuele.azzoni@unimib.it)

SALUTE E BENESSERE | ISTRUZIONE DI QUALITÁ | PARITÁ DI GENERE
Esporta

The Human Genome Project and subsequent technological advancements, particularly the massive parallel DNA sequencing technologies and techniques for studying the three-dimensional organization of chromatin, have changed the landscape of the relationship between genetics and medicine. The era of medical genetics, focused on chromosomal abnormalities and monogenic diseases, is giving way to the era of clinical genomics and public health. Genome-wide analyses of genetic variability are beginning to comprehensively link the genome to the phenome. Researchers have therefore shifted their focus towards understanding gene functions and the regulatory mechanisms that control gene expression. This includes studying gene-gene and gene-environment interactions to better understand complex traits and diseases.

Specific Objectives

  1. Knowledge and understanding
    Students will acquire an in-depth understanding of functional genomics technologies and experimental approaches, with a focus on high-throughput DNA sequencing, chromatin 3D structure analysis, and gene expression regulation. They will also gain knowledge on genetic variability and gene-gene and gene-environment interactions in the determination of complex traits.

  2. Applying knowledge and understanding
    Students will be able to design and interpret experimental studies in the field of functional genomics, critically selecting the most appropriate methodologies. They will be capable of applying this knowledge to advanced biomedical research and clinical settings in translational genomics.

  3. Making judgements
    Students will develop critical thinking skills in the analysis of genomic data, independently assessing the reliability and significance of scientific results, formulating coherent hypotheses, and evaluating the ethical, clinical, and scientific implications of their analyses.

  4. Communication skills
    Students will gain the ability to clearly, effectively, and professionally communicate the content and results of complex genomic analyses, both in academic contexts and within multidisciplinary teams, using appropriate scientific terminology and communication tools.

  5. Learning skills
    Students will develop a high degree of autonomy in learning and continuous updating, acquiring the ability to critically access scientific literature and independently explore technological and methodological innovations in functional genomics.

The Functional Genomics course offers an advanced educational path aimed at decoding the structural, functional, and epigenetic complexity of the human genome. In the first part, students will explore the conceptual evolution of the gene, the architecture of non-coding DNA, and the mechanisms of gene duplication, incorporating the latest developments from international consortia. Subsequently, the program examines molecular epigenetic codes, including DNA methylation, histone modifications, and the three-dimensional organization of chromatin, linking them to complex phenomena such as imprinting and X-chromosome inactivation. Particular emphasis is placed on next-generation technological platforms, covering in detail NGS sequencing on DNA and RNA, single-cell genomics, methylation studies, and 3D conformation capture techniques. Finally, the course provides foundational methodological skills for in vitro and in vivo functional validation, analyzing plasmid and viral vectors, programmable gene editing strategies (CRISPR/Cas9), molecular interaction assays, and the development of transgenic animal models or gene silencing approaches applied to biomedical research and gene therapy.

PART I: Conceptual Evolution and Global Genome Organization (Lectures 1-5)
• Lecture 1: From Genetics to Genomics
Conceptual evolution of the term "gene" from the classical and Mendelian eras to the modern era; polymorphisms; genetic and physical maps; linkage studies and GWAS.
• Lecture 2: Sanger Sequencing and Gene Identification
Chain-termination DNA sequencing; historical positional cloning strategies for disease-gene identification; forward and reverse genetics.
• Lecture 3: The Human Genome Project and Protein-Coding Genes
Milestones and methodologies of physical mapping and clonal contigs of the Human Genome Project (HGP); quantitative analysis and distribution of protein-coding genes.
• Lecture 4: Gene Duplication, Gene Families, and RNA Genes
Molecular mechanisms of gene duplication (neofunctionalization, pseudogenes); classification of gene families and the evolution of biological complexity; introduction to non-coding RNA genes (rRNA, lncRNA, miRNA, piRNA).
• Lecture 5: Gene Distribution, Non-Coding DNA (ncDNA), and Human Genome Project Developments
Heterogeneity of gene density, gene deserts, and the isochore model; analysis of ncDNA; innovations by the Telomere-to-Telomere (T2T) consortium and the Human Pangenome Project.
PART II: Molecular Epigenetics, Omics, and 3D Topology (Lectures 6-11)
• Lecture 6: Basic Chromatin Structure and Histone Modifications
Hierarchical levels of DNA packaging and nucleosome biology (histone octamer, variants, and linker histone H1); chromatin dynamics, histone modifications and the histone code, reader and writer enzymes.
• Lecture 7: DNA Methylation: Biological Role and Epigenetic Mechanisms
DNA methylation and its functional significance; DNMT enzymes; the role of methylation in gene repression and development; euchromatin, constitutive heterochromatin, and facultative heterochromatin.
• Lectures 7-8: Next-Generation Sequencing (NGS) Techniques and Functional Genomics Applications
Second- and third-generation NGS platforms. RNA sequencing and transcriptomics. Applications of NGS on DNA and RNA: ChIP-Seq, CUT&RUN, Metagenomics.
• Lecture 9: 3D Genome Organization and Techniques for Studying Chromatin Conformation
Interphase three-dimensional architecture: chromosome territories, A/B compartments, topologically associating domains (TADs), and promoter-enhancer loops. Chromosome conformation capture techniques (Hi-C, Micro-C, MCC) and ligation-independent methods.
• Lecture 10: Genetic Imprinting and X-Chromosome Inactivation
Parent-of-origin-specific monoallelic expression and evidence from pronuclear transfer experiments; uniparental disomies (UPD) and human genetic syndromes (Prader-Willi, Angelman, Silver-Russell, Beckwith-Wiedemann); biological significance, phases, and molecular mechanisms of X-chromosome inactivation.
• Lecture 11: Single-Cell Genomics
Principles, techniques, and implications of single-cell genomic analyses; single-cell RNA sequencing (Single-cell RNA-Seq) for studying transcriptional heterogeneity; introduction to spatial transcriptomics and multi-omics analyses.
PART III: In Vitro Systems, Transduction Engineering, and Gene Editing (Lectures 12-14)
• Lecture 12: Cell Culture and Stem Cell Biology
In vitro manipulation and maintenance of cell cultures; biology, self-renewal, and differentiation of pluripotent stem cells (ESCs, iPSCs) and multipotent stem cells as biological models.
• Lecture 13: Genome Engineering Technologies and Plasmid Vectors
Principles of molecular cloning and the main plasmid vectors used to manipulate gene expression. DNA cloning methods, types of plasmids (cloning, expression, reporter, and knock-down), promoters, transfection strategies, and systems for achieving constitutive or inducible gene expression in eukaryotic cells. Use of zinc finger nucleases (ZFNs), TALENs, and the CRISPR/Cas9 platform; utilization of DNA repair pathways (NHEJ and HDR).
• Lecture 14: Viral Vectors for Gene Transfer
Molecular biology and engineering of retroviral and lentiviral vectors; architecture of self-inactivating (SIN) vectors via 3'-LTR deletion; structural comparison between 2nd and 3rd generation platforms and titration methodologies.
PART IV: Functional Assays, Interactomics, and In Vivo Animal Models (Lectures 15-18)
• Lecture 15: Functional Study of Promoters and Transcription
Biochemical and functional characterization of regulatory regions: reporter vector design (luciferase, GFP) and site-directed mutagenesis of transcriptional binding motifs.
• Lecture 16: Characterization of Protein-Protein Interactions
Methodologies for mapping the protein interactome: yeast two-hybrid assay (Y2H), co-immunoprecipitation (Co-IP), high-resolution biophotonic assays (FRET/BRET); ChIP.
• Lecture 17: In Vivo Gene Targeting Strategies I
Biological principles of homologous recombination in embryonic stem (ES) cells and targeting vector design; generation of knockouts and conditional knockouts using Cre-Lox systems. Construction and selection of genetically modified cells and animals. In vivo genome editing technologies: transposons, Zinc Finger Nucleases (ZFNs), and CRISPR/Cas9. Applications of genome editing in biological research and gene therapy.
• Lecture 18: In Vivo Gene Silencing Strategies I
Principles of gene silencing using antisense oligonucleotides (ASOs); RNA interference (RNAi), siRNA, and shRNA. Delivery strategies and vectors for gene silencing. Biogenesis and function of microRNAs (miRNAs). Applications of small RNAs in studying gene function and developing new therapeutics.

5 interactive Lectures/workshops will be dedicated to student presentations and critical discussion of scientific articles.

To successfully engage with the advanced and specialized topics of this Functional Genomics course, students are highly recommended to have a solid foundational background in the following areas:

Molecular Biology: Structure of nucleic acids (DNA and RNA), mechanisms of replication, transcription, RNA processing, and translation in both prokaryotes and eukaryotes; classical regulation of gene expression.

General Genetics: Mendelian laws of inheritance, chromosome structure and abnormalities, concepts of mutation, recombination, genetic linkage, and mapping.

Biochemistry and Cell Biology: Protein structure and function, cellular compartmentalization, cell cycle control, intracellular signaling pathways, and basic techniques for handling in vitro cell cultures.

Basic Recombinant DNA Technology: Core principles of molecular cloning, restriction enzymes, gel electrophoresis, and polymerase chain reaction (PCR).

The Human Genome Project and subsequent technological developments are to be considered an indispensable tool for understanding study strategies.

  • 12 two-hour erogative lectures delivered in-person;
  • 2 two-hour interactive lectures delivered in-person;
  • 6 two-hour erogative lectures delivered remotely;
  • 6 two-hour interactive workshops conducted in-person.

The course will be taught in Italian. The provided teaching materials will be in English.

  • Lecture slides

  • Reviews and articles published in international journals will be indicated during the course.

Recommended Textbooks:

  • "Genetica & Genomica nelle scienze mediche"; Tom Strachan, Anneke Lucassen. Seconda Edizione Italiana - Zanichelli
  • "Genetica Molecolare Umana"; Tom Strachan, Andrew Read. Seconda edizione italiana condotta sulle 5 edizione inglese - Zanichelli
  • "Functional Genomics: Methods and Protocols" (Methods in Molecular Biology); Michael Kaufmann, Christine A. Wells, Athanasios Alexiou.

I Semester

Assessment will take place during the scheduled exam sessions through a written exam composed of multiple-choice questions covering the entire course program to evaluate the student's general preparation, and an open question chosen by the student from three proposed questions to assess comprehension abilty and in-depth understanding of the topics.

During the course, students will also be prompted to prepare an oral presentation (optional) on an original scientific article on a topic relevant to the program, to evaluate their presentation and synthesis skills.

The final grade will be determined by the average obtained from the scores obtained in the multiple choice test and the open question. The exam will be passed only if the student will reach a minimum score in both the multiple choice and the open question. The optional presentation will contribute to the final grade by adding a maximum of 3 additional points.
Upon request by the professor or the student, a brief oral exam may be conducted, consisting of an interview on the topics covered in class and/or a discussion of the written exam.

on appointment, by e-mail arrangement (emanuele.azzoni@unimib.it)

GOOD HEALTH AND WELL-BEING | QUALITY EDUCATION | GENDER EQUALITY
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Scheda del corso

Settore disciplinare
BIOS-10/A
CFU
6
Periodo
Primo Semestre
Tipo di attività
Obbligatorio
Ore
52
Tipologia CdS
Laurea Magistrale
Lingua
Italiano

Staff

    Docente

  • Emanuele Azzoni
    Emanuele Azzoni
  • Silvia Brunelli
    Silvia Brunelli
  • RM
    Raffaella Meneveri

Opinione studenti

Vedi valutazione del precedente anno accademico

Bibliografia

Trova i libri per questo corso nella Biblioteca di Ateneo

Metodi di iscrizione

Iscrizione manuale

Obiettivi di sviluppo sostenibile

SALUTE E BENESSERE - Assicurare la salute e il benessere per tutti e per tutte le età
ISTRUZIONE DI QUALITÁ - Assicurare un'istruzione di qualità, equa ed inclusiva, e promuovere opportunità di apprendimento permanente per tutti
PARITÁ DI GENERE - Raggiungere l'uguaglianza di genere e l'empowerment (maggiore forza, autostima e consapevolezza) di tutte le donne e le ragazze