Course Syllabus
Obiettivi
Il modulo di Immunology-II si propone di fornire agli studenti del 2° anno di Medicina e Chirurgia, in stretta continuità con il modulo Immunology-I, la padronanza operativa e interpretativa delle principali metodiche biotecnologiche e diagnostiche impiegate in immunologia, con costante riferimento a casi pratici ed esempi clinico-analitici. Gli obiettivi formativi sono articolati secondo i cinque Descrittori di Dublino, calibrati sul livello pre-clinico e orientati all'acquisizione di competenze metodologiche.
- Conoscenza e capacità di comprensione (Knowledge and Understanding)
Lo studente dovrà conoscere i principi fisico-chimici e biologici delle principali metodiche immunologiche (saggi immunometrici, tecniche di immunofluorescenza, citofluorimetria, tecniche molecolari, saggi cellulari e test in vivo), nonché il razionale del loro impiego nella diagnostica clinica e nella ricerca biomedica. - Conoscenza e capacità di comprensione applicate (Applying Knowledge and Understanding)
Lo studente dovrà essere in grado di selezionare la metodica più appropriata in relazione a un determinato quesito diagnostico, di interpretare correttamente un referto di laboratorio immunologico (es. pannello citofluorimetrico, ELISA, tipizzazione HLA) e di collegare il dato analitico al quadro clinico-analitico di riferimento. - Autonomia di giudizio (Making Judgements)
Lo studente dovrà sviluppare la capacità di valutare criticamente l'attendibilità e i limiti di una determinata metodica diagnostica immunologica, di riconoscere possibili fonti di errore analitico, e di formulare ipotesi interpretative motivate a partire da casi clinico-analitici complessi o discordanti. - Abilità comunicative (Communication Skills)
Lo studente dovrà essere capace di descrivere con terminologia tecnica corretta il principio e le applicazioni di una metodica immunologica, e di comunicare in modo chiaro e strutturato l'interpretazione di un dato analitico nell'ambito di una discussione di caso clinico-analitico. - Capacità di apprendere (Learning Skills)
Lo studente dovrà acquisire un metodo di apprendimento orientato alla pratica laboratoristica e diagnostica, sviluppando l'autonomia necessaria per l'aggiornamento continuo sulle metodiche immunologiche emergenti, in costante evoluzione tecnologica, e per il loro futuro impiego nella pratica clinica.
Contenuti sintetici
Il modulo di Immunology-II è dedicato alla presentazione critica delle principali metodiche biotecnologiche e diagnostiche impiegate in immunologia, dalla produzione di anticorpi monoclonali e policlonali alle reazioni di precipitazione e agglutinazione, dai saggi immunometrici marcati (ELISA, ELISPOT, RIA) alla citofluorimetria a flusso, dalle tecniche molecolari (PCR quantitativa, tipizzazione HLA) ai saggi immunologici in vivo (test cutanei). Ciascuna metodica è costantemente collegata a casi pratici ed esempi clinico-analitici, con l'obiettivo di sviluppare nello studente la capacità di interpretare criticamente un referto di laboratorio immunologico nel contesto clinico.
Programma esteso
Il programma è articolato in 12 esercitazioni da 2 ore ciascuna (24 ore complessive), organizzate secondo una progressione metodologica che va dalle tecniche immunochimiche di base alle metodiche cellulari e molecolari più avanzate, fino all'analisi integrata di pannelli diagnostici complessi.
- Tecnologia degli anticorpi monoclonali e policlonali: produzione e ingegnerizzazionePrincipi di produzione di anticorpi policlonali.Tecnologia degli ibridomi per gli anticorpi monoclonali (MoAb). Tecniche di umanizzazione dei MoAb. Applicazioni diagnostiche e transizione ai farmaci biologici.
- Reazioni di agglutinazione e immunoematologia: tipizzazione sanguigna e cross-matchingPrincipi teorici delle reazioni di agglutinazione. Determinazione dei gruppi sanguigni (sistema ABO e Rh).Test di compatibilità pre-trasfusionale (cross-matching).
- Il Test di Coombs e la diagnostica della malattia emolitica del neonato (MEN)Differenze metodologiche del test di Coombs diretto (DAT) e indiretto (IAT). Diagnosi dell'anemia emolitica autoimmune (AHA). Incompatibilità materno-fetale e immunoprofilassi anti-D.
- Reazioni di precipitazione macromolecolare in fluido e in gel. Principi della precipitazione (curva di equivalenza). Saggi di flocculazione (Test VDRL per Sifilide). Immunodiffusione doppia di Ouchterlony e Immunodiffusione Radiale (RID).
- Saggi immunologici in vivo: test cutanei e reazioni di ipersensibilità. Basi immunopatologiche delle reazioni di ipersensibilità immediata (Tipo I) e ritardata (Tipo IV). Prick test e dell'intradermoreazione di Mantoux.
- Frazionamento fisico di popolazioni leucocitarie e tecniche di aferesi. Frazionamento cellulare mediante gradiente di densità (Ficoll-Paque). Separazione macroscopica di linfociti periferici (PBMC) e leucociti polimorfonucleati (PMN). Principi e applicazioni dell'aferesi selettiva (plasmaferesi, piastrinoferesi, leucaferesi preparativa/terapeutica).
- Immuno-saggi a fase solida: evoluzione tecnologica dall'ELISA ai saggi CLIA. Formati ELISA (diretti, indiretti, sandwich). Principi della chemiluminescenza (CLIA) e vantaggi dell'automazione. Casi pratici: screening sierologico del donatore di sangue (HIV, HBV, HCV, sifilide) ed emostasi d'urgenza (ADAMTS-13 e anti-PF4/HIT).
- Dosaggi immunometrici su membrana (ELISPOT) e diagnostica dell'immunità cellulo-mediata. Principio del saggio ELISPOT per l'identificazione di singole cellule secernenti citochine (IFN-gamma). Interpretazione di casi analitici reali. Confronto tra Mantoux ed evoluzione in vitro tramite test IGRA.
- Classificazione CD, separazione immunomagnetica e terapie avanzate (CAR-T). Il sistema dei Cluster di Differenziazione (CD) come marcatore dell'identità cellulare. Principi di isolamento cellulare mediante biglie magnetiche (MACS: selezione positiva e negativa basata su CD).Processo di espansione, trasduzione e produzione terapeutica delle cellule CAR-T (es. anti-CD19).
- Citofluorimetria a flusso (FACS): principi fisici, gating e applicazioni cliniche. Principi fisici della citofluorimetria a flusso (fluidica, ottica, elettronica). Fluorocromi coniugati ad anticorpi diretti contro i CD. Strategie di gating e dot-plot. Caratterizzazione delle sottopopolazioni linfocitarie (CD3, CD4, CD8, CD19, CD56).
- Applicazioni avanzate della citometria a flusso in contesti multispecialistici. Analisi immunofenotipica del liquido di lavaggio broncoalveolare (BAL). Immunofenotipizzazione piastrinica per disordini emorragici rari.Tipizzazione dell'antigene HLA-B27 e screening dell'Emoglobina Fetale (HbF).
- Tecniche molecolari applicate all'immunologia: PCR quantitativa e tipizzazione HLA mediante sequenziamento. Principi della PCR quantitativa (qPCR) e sue applicazioni immunologiche. Metodiche di tipizzazione HLA a bassa e alta risoluzione. Rilevanza clinica nella compatibilità per il trapianto.
Prerequisiti
Per la corretta comprensione dei contenuti del modulo, è indispensabile che lo studente possieda conoscenze propedeutiche relative alle seguenti discipline di base, normalmente acquisite nel 1° anno del Corso di Laurea:
• Conoscenza dei contenuti del modulo di Immunology-I (organizzazione del sistema immunitario, anticorpi, MHC, sviluppo linfocitario), propedeutica alla piena comprensione del razionale delle metodiche presentate.
• Biochimica: principi di base di enzimologia, cinetica delle reazioni biochimiche, struttura proteica.
• Biologia cellulare e molecolare: tecniche di base di biologia molecolare (estrazione di acidi nucleici, principi della PCR), colture cellulari.
• Fisica applicata: nozioni di base di ottica e di principi di funzionamento della strumentazione di laboratorio (utili per la comprensione della citofluorimetria e della microscopia).
Modalità didattica
• Esercitazioni a carattere laboratoriale, seminariale e/o pratico (12 incontri × 2 ore, per un totale di 24 ore), con illustrazione degli strumenti e dei protocolli mediante presentazioni multimediali, dimostrazioni).
• Analisi e discussione guidata di casi clinico-analitici reali o simulati (referti di laboratorio, pannelli citofluorimetrici, immagini di immunofluorescenza), con approccio basato sulla risoluzione di problemi (problem-based learning).
• Utilizzo della piattaforma di e-learning di Ateneo per la condivisione di materiale didattico, protocolli sperimentali semplificati e materiale di autovalutazione.
• Lavoro in piccoli gruppi per la discussione collegiale dei casi proposti nelle lezioni del modulo.
Materiale didattico
Libri di testo di riferimento
• Abbas A.K., Lichtman A.H., Pillai S. — Immunologia cellulare e molecolare (edizione italiana più recente), Edra — capitoli relativi alle metodiche immunologiche.
• Detrick B., Schmitz J.L., Hamilton R.G. (Eds.) — Manual of Molecular and Clinical Laboratory Immunology, American Society for Microbiology (ASM) Press.
• Rich R.R. et al. — Clinical Immunology: Principles and Practice (capitoli metodologici), Elsevier.
Materiale integrativo
• Materiale tecnico-illustrativo (protocolli semplificati, schemi strumentali) reso disponibile sulla piattaforma di e-learning di Ateneo per ciascuna metodica trattata.
• Raccolta di casi clinico-analitici (referti di laboratorio anonimizzati o simulati) per la discussione in aula.
• Articoli scientifici metodologici selezionati relativi alle tecniche più avanzate (citofluorimetria multiparametrica, sequenziamento per la tipizzazione HLA).
Periodo di erogazione dell'insegnamento
Il modulo Immunology-II viene erogato nel corso del Secondo Semestre del 2° anno del Corso di Laurea Magistrale a ciclo unico in Medicina e Chirurgia, secondo il calendario didattico approvato annualmente dal Consiglio di Corso di Studio. Si raccomanda l'erogazione del modulo Immunology-II in stretta continuità temporale con il modulo Immunology-I, al fine di consentire allo studente di applicare immediatamente le metodiche presentate ai concetti teorici già acquisiti.
Modalità di verifica del profitto e valutazione
Struttura dell'esame
• Prova scritta propedeutica, costituita da un test a risposta multipla (in genere 10–12 quesiti) e/o da quesiti a risposta breve relativi all'interpretazione di un caso clinico-analitico semplificato (es. lettura di un pannello citofluorimetrico o di un referto ELISA), volta a verificare l'acquisizione delle competenze metodologiche di base. Il superamento della prova scritta costituisce condizione necessaria per l'accesso alla prova orale integrata.
• Colloquio orale integrato, condotto in sede unica con il modulo Immunology-I (la valutazione finale dell'insegnamento di Immunologia tiene conto in modo integrato dei contenuti di entrambi i moduli da 2 CFU), finalizzato a verificare la capacità dello studente di descrivere il principio di una metodica diagnostica e di interpretare criticamente un caso clinico-analitico complesso proposto in sede di esame.
Criteri di valutazione
La valutazione finale è espressa in trentesimi, con eventuale attribuzione della lode per prestazioni di eccellenza, e tiene conto in modo integrato della prestazione nei due moduli (Immunology-I e Immunology-II).
Il voto finale tiene conto dei seguenti criteri:
• Correttezza e completezza delle conoscenze metodologiche esposte nella prova scritta e nel colloquio orale.
• Capacità di selezionare e descrivere la metodica diagnostica appropriata in relazione a un determinato quesito clinico-analitico.
• Capacità di interpretazione critica di un referto o di un caso clinico-analitico complesso.
• La lode viene attribuita in presenza di una prestazione che, oltre a soddisfare pienamente i criteri precedenti, dimostri particolare autonomia di giudizio critico e capacità di collegamento interdisciplinare tra i due moduli.
Orario di ricevimento
Il docente riceve gli studenti secondo le seguenti modalità:
• Ricevimento settimanale in presenza, previo appuntamento concordato via e-mail istituzionale (mmarchetti@asst-pg23.it), presso lo studio del docente.
• Disponibilità per ricevimento a distanza (videoconferenza tramite piattaforma di Ateneo), su richiesta motivata e concordata anticipatamente.
• Comunicazioni asincrone tramite e-mail istituzionale e tramite gli strumenti di messaggistica della piattaforma di e-learning del corso, con risposta garantita nei tempi tecnici ordinari.
• L'orario settimanale di ricevimento in presenza viene comunicato all'inizio di ogni semestre tramite il sito web del Dipartimento e la piattaforma di e-learning del corso
Sustainable Development Goals
Aims
The Immunology-II module aims to provide second-year students in Medicine and Surgery, in close continuity with the Immunology-I module, with operational and interpretative mastery of the main biotechnological and diagnostic methods used in immunology, with constant reference to practical cases and clinical-analytical examples. The educational objectives are structured according to the five Dublin Descriptors, calibrated at the pre-clinical level and oriented towards the acquisition of methodological skills.
- Knowledge and Understanding
Students must understand the physicochemical and biological principles of the main immunological methods (immunometric assays, immunofluorescence techniques, flow cytometry, molecular techniques, cellular assays, and in vivo tests), as well as the rationale for their use in clinical diagnostics and biomedical research. - Applying Knowledge and Understanding
The student must be able to select the most appropriate method for a given diagnostic question, correctly interpret an immunological laboratory report (e.g., flow cytometric panel, ELISA, HLA typing), and connect the analytical data to the relevant clinical-analytical framework. - Making Judgements
The student must develop the ability to critically evaluate the reliability and limitations of a given immunological diagnostic method, recognize potential sources of analytical error, and formulate reasoned interpretative hypotheses based on complex or conflicting clinical-analytical cases. - Communication Skills
The student must be able to describe the principle and applications of an immunological method using correct technical terminology, and communicate the interpretation of analytical data in a clear and structured manner within a clinical-analytical case discussion. - Learning Skills
Students will acquire a learning approach geared toward laboratory and diagnostic practice, developing the autonomy necessary for ongoing training on emerging immunological methods, which are constantly evolving technologically, and for their future use in clinical practice.
Contents
The Immunology-II module is dedicated to the critical presentation of the main biotechnological and diagnostic methods used in immunology, from the production of monoclonal and polyclonal antibodies to precipitation and agglutination reactions, from labeled immunometric assays (ELISA, ELISPOT, RIA) to flow cytometry, from molecular techniques (quantitative PCR, HLA typing) to in vivo immunological assays (skin tests). Each method is consistently linked to practical cases and clinical-analytical examples, with the goal of developing the student's ability to critically interpret immunological laboratory reports in a clinical context.
Detailed program
The program is divided into 12 two-hour exercises (24 hours in total), organized according to a methodological progression ranging from basic immunochemical techniques to more advanced cellular and molecular methods, up to the integrated analysis of complex diagnostic panels.
- Monoclonal and polyclonal antibody technology: production and engineering. Principles of polyclonal antibody production. Hybridoma technology for monoclonal antibodies (MoAbs). Techniques for humanizing MoAbs. Diagnostic applications and transition to biologics.
- Agglutination reactions and immunohematology: blood typing and cross-matching. Theoretical principles of agglutination reactions. Blood grouping (ABO and Rh systems). Pre-transfusion compatibility testing (cross-matching).
- The Coombs Test and the Diagnosis of Hemolytic Disease of the Newborn (HND). Methodological Differences between the Direct Coombs Test (DAT) and the Indirect Coombs Test (IAT). Diagnosis of Autoimmune Hemolytic Anemia (AHA). Maternal-Fetal Incompatibility and Anti-D Immunoprophylaxis.
- Macromolecular Precipitation Reactions in Fluid and Gel. Principles of Precipitation (Equivalence Curve). Flocculation Assays (VDRL Test for Syphilis). Ouchterlony Double Immunodiffusion and Radial Immunodiffusion (RID).
- In Vivo Immunoassays: Skin Tests and Hypersensitivity Reactions. Immunopathological Basis of Immediate (Type I) and Delayed (Type IV) Hypersensitivity Reactions. Skin Prick Test and Mantoux Intradermal Reaction.
- Physical Fractionation of Leukocyte Populations and Apheresis Techniques. Cell fractionation by density gradient (Ficoll-Paque). Macroscopic separation of peripheral blood lymphocytes (PBMCs) and polymorphonuclear leukocytes (PMNs). Principles and applications of selective apheresis (plasmapheresis, plateletpheresis, preparative/therapeutic leukapheresis).
- Solid-phase immunoassays: technological evolution from ELISA to CLIA assays. ELISA formats (direct, indirect, sandwich). Principles of chemiluminescence (CLIA) and advantages of automation. Practical cases: serological screening of blood donors (HIV, HBV, HCV, syphilis) and emergency hemostasis (ADAMTS-13 and anti-PF4/HIT).
- Membrane immunoassays (ELISPOT) and diagnostics of cell-mediated immunity. Principle of the ELISPOT assay for the identification of single cytokine-secreting cells (IFN-gamma). Interpretation of real-world case studies. Comparison of Mantoux and in vitro evolution using IGRA tests.
- CD classification, immunomagnetic separation, and advanced therapies (CAR-T). The Cluster of Differentiation (CD) system as a marker of cellular identity. Principles of cell isolation using magnetic beads (MACS: CD-based positive and negative selection). Expansion, transduction, and therapeutic production of CAR-T cells (e.g., anti-CD19).
- Flow cytometry (FACS): physical principles, gating, and clinical applications. Physical principles of flow cytometry (fluidic, optical, electronic). Fluorochromes conjugated to antibodies directed against CD. Gating and dot plot strategies. Characterization of lymphocyte subpopulations (CD3, CD4, CD8, CD19, CD56).
- Advanced applications of flow cytometry in multispecialty settings. Immunophenotypic analysis of bronchoalveolar lavage (BAL) fluid. Platelet immunophenotyping for rare bleeding disorders. HLA-B27 typing and fetal hemoglobin (HbF) screening.
- Molecular techniques applied to immunology: quantitative PCR and HLA typing by sequencing. Principles of quantitative PCR (qPCR) and its immunological applications. Low- and high-resolution HLA typing methods. Clinical relevance in transplant compatibility.
Prerequisites
To fully understand the module's contents, students must possess preliminary knowledge of the following core disciplines, typically acquired in the first year of the degree program:
• Knowledge of the contents of the Immunology-I module (organization of the immune system, antibodies, MHC, lymphocyte development), which is essential for a full understanding of the rationale for the methods presented.
• Biochemistry: basic principles of enzymology, kinetics of biochemical reactions, protein structure.
• Cellular and molecular biology: basic molecular biology techniques (nucleic acid extraction, principles of PCR), cell culture.
• Applied physics: basic notions of optics and the operating principles of laboratory instrumentation (useful for understanding flow cytometry and microscopy).
Teaching form
• Laboratory, seminar and/or practical exercises (12 meetings × 2 hours, for a total of 24 hours), with illustration of the tools and protocols through multimedia presentations, demonstrations).
• Analysis and guided discussion of real or simulated clinical-analytical cases (laboratory reports, flow cytometric panels, immunofluorescence images), with an approach based on problem-based learning.
• Use of the University e-learning platform for sharing teaching material, simplified experimental protocols and self-assessment material.
• Work in small groups for collegial discussion of the cases proposed in the module lessons.
Textbook and teaching resource
Reference Textbooks
• Abbas A.K., Lichtman A.H., Pillai S. — Cellular and Molecular Immunology (most recent Italian edition), Edra — chapters on immunological methods.
• Detrick B., Schmitz J.L., Hamilton R.G. (Eds.) — Manual of Molecular and Clinical Laboratory Immunology, American Society for Microbiology (ASM) Press.
• Rich R.R. et al. — Clinical Immunology: Principles and Practice (methodological chapters), Elsevier.
Supplementary Materials
• Technical and illustrative materials (simplified protocols, instrument diagrams) made available on the University e-learning platform for each method covered.
• Collection of clinical and analytical cases (anonymized or simulated laboratory reports) for classroom discussion.
• Selected methodological scientific articles relating to the most advanced techniques (multiparametric flow cytometry, sequencing for HLA typing).
Semester
The Immunology-II module is taught during the second semester of the second year of the Single-Cycle Master's Degree in Medicine and Surgery, according to the academic calendar approved annually by the Degree Programme Council. It is recommended that the Immunology-II module be taught in close chronological order with the Immunology-I module, to allow students to immediately apply the presented methods to the theoretical concepts already acquired.
Assessment method
Exam Structure
• A preparatory written exam consisting of a multiple-choice test (typically 10–12 questions) and/or short-answer questions relating to the interpretation of a simplified clinical-analytical case (e.g., reading a flow cytometric panel or an ELISA report), aimed at assessing the acquisition of basic methodological skills. Passing the written exam is a prerequisite for admission to the integrated oral exam.
• An integrated oral exam, conducted in a single location with the Immunology-I module (the final evaluation of the Immunology course takes into account the contents of both 2-credit modules in an integrated manner), is aimed at assessing the student's ability to describe the principle of a diagnostic method and critically interpret a complex clinical-analytical case presented during the exam.
Assessment Criteria
The final grade is expressed in thirtieths, with possible honors awarded for excellent performance, and takes into account both modules (Immunology-I and Immunology-II) in an integrated manner.
The final grade takes into account the following criteria:
• Accuracy and completeness of the methodological knowledge presented in the written exam and oral examination.
• Ability to select and describe the appropriate diagnostic method for a specific clinical-analytical question.
• Ability to critically interpret a report or a complex clinical-analytical case.
• Honors are awarded for performance that, in addition to fully satisfying the previous criteria, demonstrates particular independence of critical judgment and the ability to establish an interdisciplinary connection between the two modules.
Office hours
The instructor receives students as follows:
• Weekly in-person office hours, by appointment arranged via institutional email (mmarchetti@asst-pg23.it), at the instructor's office.
• Availability for remote office hours (videoconference via the University platform), upon motivated and prior arrangement.
• Asynchronous communication via institutional email and the course's e-learning platform's messaging tools, with a guaranteed response within standard deadlines.
• The weekly in-person office hours are announced at the beginning of each semester via the Department website and the course's e-learning platform.
Sustainable Development Goals
Staff
-
Marina Marchetti
